การแพร่กระจายของไวรัสไข้สุกรคลาสสิกในลูกสุกรอยู่ร่วมที่มีสถานะภูมิคุ้มกันต่างๆ หลังจากวัคซีนเชื้อเป็นที่ถูกลดทอน

สรุปง่ายๆ:

โรคอหิวาต์สุกรแบบดั้งเดิมเป็นเชื้อก่อโรคที่อันตรายอย่างยิ่งต่อสุกรเลี้ยงในบ้าน การฉีดวัคซีนเชื้อเป็นเป็นสิ่งสำคัญในการป้องกันและควบคุมโรคอหิวาต์สุกรแบบดั้งเดิม อย่างไรก็ตาม ปัจจัยหลายประการ เช่น แอนติบอดีที่ได้มาจากมารดาผ่านน้ำนมเหลือง อาจรบกวนประสิทธิภาพของวัคซีนที่มีเชื้อเป็น ซึ่งนำไปสู่การป้องกันที่ไม่สมบูรณ์ในฝูงเชิงพาณิชย์ ในการศึกษานี้ เราตรวจสอบการแพร่กระจายของไวรัสอหิวาต์สุกรแบบดั้งเดิมในลูกสุกรทดลองที่มีสถานะภูมิคุ้มกันหลังการฉีดวัคซีนต่างๆ ลูกสุกรปลอดเชื้อโรคจำเพาะที่ติดเชื้อไวรัสไข้หวัดหมูแบบคลาสสิกทำหน้าที่เป็นผู้บริจาคไวรัสและผู้บุกรุกหลัก และอยู่ร่วมกับลูกสุกรที่มีแอนติบอดีที่ได้มาจากมารดาซึ่งได้รับการฉีดวัคซีนหรือไม่ก็ได้ จากผลการวิจัยพบว่า ลูกสุกรส่วนใหญ่ที่มีแอนติบอดีที่ได้จากมารดาซึ่งได้รับการฉีดวัคซีนได้รับการปกป้องอย่างสมบูรณ์จากการแพร่เชื้อจากการสัมผัสจากผู้บริจาคไวรัส และปิดกั้นการแพร่เชื้อไวรัสไปยังบุคคลที่สาม (ลูกสุกรเหล่านั้นสัมผัสครั้งที่สองผ่านการอยู่ร่วมกัน) ภูมิคุ้มกันที่ใช้เซลล์เป็นสื่อกลางโดย- -เซลล์ที่หลั่งจากอินเตอร์เฟอรอนโดยเฉพาะ ทำหน้าที่เป็นกุญแจสำคัญในการกวาดล้างและฟื้นตัวของไวรัส ในทางตรงกันข้าม ลูกสุกรที่ไม่ได้รับการฉีดวัคซีนซึ่งมีระดับแอนติบอดีที่ได้จากมารดาต่ำ สามารถเร่งการติดเชื้อไวรัสไข้สุกรแบบคลาสสิกภายหลังการบุกรุกของไวรัส โดยสรุป การฉีดวัคซีนยังคงกระตุ้นให้เกิดภูมิคุ้มกันที่มั่นคงในฝูงสัตว์เชิงพาณิชย์ภายใต้การแทรกแซงของแอนติบอดีที่ได้รับจากมารดา และสามารถปิดกั้นการแพร่กระจายของไวรัสในฝูงได้

cistanche พืชเพิ่มระบบภูมิคุ้มกัน

เชิงนามธรรม:

โรคอหิวาต์สุกรคลาสสิก (CSF) เป็นโรคเลือดออกทางระบบที่ส่งผลกระทบต่อสุกรและหมูป่า วัคซีนเชื้อเป็นดัดแปลง (MLV) ทำให้เกิดการป้องกันไวรัส CSF (CSFV) ได้อย่างรวดเร็วและมั่นคง แอนติบอดีที่ได้จากมารดา (MDA) ผ่านทางน้ำนมเหลืองอาจรบกวนประสิทธิภาพของ MLV ซึ่งนำไปสู่การป้องกันการติดเชื้อ CSFV ในสุกรได้ไม่สมบูรณ์ การศึกษานี้ตรวจสอบการแพร่กระจายของน้ำไขสันหลังในลูกสุกรทดลองที่มีสถานะภูมิคุ้มกันหลังเชื้อ MLV ต่างๆ ลูกหมู 19 ตัว โดยมี MDA 18 ตัว และลูกสุกรปลอดเชื้อโรคเฉพาะ 1 ตัวที่ติดเชื้อ CSFV ซึ่งทำหน้าที่เป็นผู้บริจาค CSFV ได้อยู่ร่วมกับลูกสุกรที่ได้รับหรือไม่เคยได้รับ MLV ลูกสุกรจำนวนห้าในหกที่มี MDA ที่ได้รับ MLV หนึ่งโดส ได้รับการปกป้องอย่างสมบูรณ์จากการติดต่อสัมผัสจากผู้บริจาค CSFV และไม่ได้ส่ง CSFV ไปยังลูกสุกรที่สัมผัสครั้งที่สองผ่านการอยู่ร่วมกัน ภูมิคุ้มกันที่ใช้เซลล์เป็นสื่อกลางโดย- -เซลล์ที่หลั่งอินเตอร์เฟอรอนที่จำเพาะต่อต้าน CSFV เป็นกุญแจสำคัญในการกวาดล้างและฟื้นตัวของไวรัส หลังจากการอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV ลูกสุกรที่ไม่ได้รับการฉีดวัคซีนซึ่งมีระดับ MDA ต่ำจะแสดงการติดเชื้อ CSFV และแพร่กระจาย CSFV ไปยังลูกสุกรตัวอื่นผ่านการสัมผัส ผู้ที่มีระดับ MDA สูงหายดีแต่ทำหน้าที่เป็นพาหะที่ไม่มีอาการ โดยสรุป MLV ยังคงสร้างภูมิคุ้มกันที่มั่นคงในฝูงการค้าภายใต้การแทรกแซงของ MDA และขัดขวางการส่งผ่าน CSFV ภายในฝูงเหล่านี้

คำสำคัญ:

โรคอหิวาต์สุกรคลาสสิก วัคซีนมีชีวิตดัดแปลง แอนติบอดีที่ได้มาจากมารดา การแพร่เชื้อ

1. บทนำ

โรคอหิวาต์สุกรคลาสสิก (CSF) เป็นโรคเลือดออกในสุกรที่ติดต่อได้ง่ายและข้ามพรมแดน ซึ่งส่งผลกระทบต่อหมูบ้านและหมูป่า และมีสาเหตุจากไวรัสไข้สุกรคลาสสิก (CSFV) [1,2] CSF เป็นโรคที่ต้องแจ้งโดยองค์การสุขภาพสัตว์โลก (WOAH) และ CSF ยังคงเป็นโรคประจำถิ่นในเอเชีย อเมริกาใต้ อเมริกากลาง และแคริบเบียน มีเพียงประเทศในอเมริกาเหนือ โอเชียเนีย และยุโรปตะวันตกเท่านั้นที่สามารถกำจัด CSF ได้สำเร็จ [3–6]

CSFV เป็นไวรัส RNA สายพันธุ์เดี่ยวแบบห่อหุ้มของเพสติไวรัสสกุล Flaviviridae ซึ่งประกอบด้วยไวรัสโรคท้องเสียจากไวรัสวัวและไวรัสโรคชายแดน [1,2] จีโนมของไวรัสประกอบด้วยประมาณ 12.3 kb และเข้ารหัสกรดอะมิโน 3,898 ตัวของโพลีโปรตีน ซึ่งต่อมาถูกแปรรูปเป็นโครงสร้างสี่แบบ (C, Erns, E1 และ E2) และแปดแบบไม่มีโครงสร้าง (Npro, p7, NS2, NS3, NS4A, NS4B, NS5A, และ NS5B) โปรตีนโดยโปรตีเอสของไวรัสและเซลล์ [7] ขึ้นอยู่กับลำดับ E2 หรือ NS5B CSFV ถูกจำแนกออกเป็นสามจีโนไทป์โดยมีสามหรือสี่ชนิดย่อย (1.1, 1.2, 1.3; 2.1, 2.2, 2.3; 3.1, 3.2, 3.3, 3.4) [8] สุกรที่ติดเชื้อ CSFV และปัจจัยของสุกร รวมถึงอายุ สายพันธุ์ สภาพสุขภาพ และสถานะภูมิคุ้มกัน ขึ้นอยู่กับความรุนแรงของเชื้อ CSFV และปัจจัยของสุกร โดยอาจแสดงอาการทางคลินิกทั้งแบบเฉียบพลัน กึ่งเฉียบพลัน หรือเรื้อรัง [9–11] สุกรที่ติดเชื้อ CSFV ที่มีความรุนแรงสูงจะมีไข้เฉียบพลันและมีรอยโรคเลือดออกรุนแรง และขับถ่ายปริมาณไวรัสในปริมาณมากทางอุจจาระ น้ำลาย และสารคัดหลั่งในช่วงระยะเวลารอดชีวิตอันสั้น ในทางตรงกันข้าม สุกรที่ติดเชื้อ CSFV ที่มีความรุนแรงปานกลางและมีความรุนแรงต่ำจะแสดงอาการทางคลินิกแบบกึ่งเฉียบพลันและเรื้อรัง และมีรอยโรคที่รุนแรงกว่า และขับถ่าย CSFV ในระดับปานกลางถึงต่ำในอุจจาระ น้ำลาย และสารคัดหลั่งในช่วงระยะเวลารอดชีวิตที่ค่อนข้างยาวนาน [12,13 ] ในภาคสนาม สุกรที่ติดเชื้อเป็นหลักสามารถมีบทบาทสำคัญในการแพร่เชื้อ CSFV ขั้นที่สองไปยังสุกรตัวอื่นที่มีภูมิคุ้มกันผันแปรต่อ CSFV ความสามารถในการแพร่เชื้อของ CSFV ที่มีความรุนแรงปานกลางและรุนแรงสูงนั้นสูงกว่า CSFV ที่มีความรุนแรงต่ำ [12,13]

การฉีดวัคซีนเป็นสิ่งสำคัญในการป้องกันและควบคุม CSF ในประเทศที่มีการระบาด วัคซีนเชื้อเป็นดัดแปลง (MLV) เป็นวัคซีนประสิทธิภาพสูง ปลอดภัย และราคาไม่แพง ซึ่งมีการใช้กันอย่างแพร่หลายในหมู่ฝูงสัตว์เชิงพาณิชย์ MLV สามารถกระตุ้นภูมิคุ้มกันได้อย่างรวดเร็วเพื่อให้การป้องกันบางส่วนที่ 3 วันหลังการฉีดวัคซีน และการป้องกันที่สมบูรณ์ที่ 5 วันหลังการฉีดวัคซีน [14–16] อย่างไรก็ตาม ปัจจัยหลายประการ รวมถึงสถานะสุขภาพของสุกรที่มีคุณภาพวัคซีน และระดับของแอนติบอดีที่ได้จากมารดา (MDA) สามารถลดประสิทธิภาพของเชื้อ MLV ได้ ซึ่งนำไปสู่การปกป้องสุกรที่ได้รับวัคซีนอย่างไม่สมบูรณ์ [14–16] ในฝูงสุกรเฉพาะถิ่นของ CSF ระยะเวลาในการฉีดวัคซีน MLV ขึ้นอยู่กับระดับ MDA ของสุกร MDA ในระดับสูงรบกวนประสิทธิภาพของ MLV และระดับ MDA ที่ต่ำจะเพิ่มความเสี่ยงในการติดเชื้อของลูกสุกร [17,18] ดังนั้นการกำหนดโปรแกรมการฉีดวัคซีนเชื้อ MLV ในฝูงจึงต้องขึ้นอยู่กับระดับ MDA ที่ลดลง โครงการฉีดวัคซีนป้องกัน CSF ที่ดำเนินการเป็นประจำในไต้หวันเกี่ยวข้องกับการฉีดวัคซีนแม่สุกรตั้งครรภ์เพื่อให้ MDA ผ่านน้ำนมเหลืองไปยังทารกแรกเกิด จากนั้นให้ MLV โดสแรกแก่ลูกสุกรเมื่ออายุ 3-12 สัปดาห์ จากการเฝ้าระวังในไต้หวัน ค่าไทเทอร์เฉลี่ยของแอนติบอดีต่อต้าน CSFV ของ MDA ในลูกสุกร ณ เวลาที่ได้รับวัคซีนเชื้อ MLV ครั้งแรกนั้นสูงกว่า 1:32 [19] ซึ่งอาจบั่นทอนประสิทธิภาพของ MLV และส่งผลให้เกิดความหลากหลาย สถานะภูมิคุ้มกันในฝูง การศึกษานี้อธิบายการทดลองในสัตว์เพื่อตรวจสอบความสามารถของ MLV ในการปกป้องลูกสุกรที่มีระดับ MDA ที่แตกต่างกันหลังจากการอยู่ร่วมกับลูกสุกรที่ติดเชื้อ CSFV ซึ่งทำหน้าที่เป็นผู้บริจาค CSFV (กล่าวคือ "ผู้บุกรุกหลัก")

2. วัสดุและวิธีการ

2.1. เซลล์และไวรัส

เซลล์สุกร-circovirus-type-1-ไตสุกรอิสระ-15 (PK-15) ได้รับการเพาะเลี้ยงในตัวกลางที่จำเป็นขั้นต่ำ (Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, CA, USA) ด้วยซีรั่มวัวของทารกในครรภ์ 5% (FBS) และบ่มที่ 37 ◦C ใน 5% CO2 เซลล์ PK-15 รองรับการแพร่กระจายของ CSFV ซึ่งรวมถึงวัคซีน Lapinized Philippines Coronel (LPC) สายพันธุ์จีโนไทป์ 1.1 และสายพันธุ์ TD/96 ของจีโนไทป์ 2.1 ค่าไทเทอร์ไวรัสของสายพันธุ์ LPC และ TD/96 เท่ากับ 107.71 และ 105.87 ปริมาณการติดเชื้อในการเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อ 50% (TCID50) ตามลำดับ

2.2. การออกแบบการทดลอง

ลูกสุกรอายุ {{0}} สัปดาห์ทั้งหมดประกอบด้วยลูกหมูปลอดเชื้อโรคเฉพาะ (SPF) 1 ตัวที่ไม่มี NAs ต้าน CSFV (กลุ่มที่ 1) และลูกหมูที่มีสุขภาพดี 18 ตัว (กลุ่ม 2-5) จากการฉีดวัคซีน LPC ใช้แม่สุกรจากฝูงปลอด CSFV (รูปที่ 1) ในการทดลอง ลูกหมูที่แข็งแรง 18 ตัวถูกสุ่มแบ่งออกเป็นสี่กลุ่ม (กลุ่ม 2–5); ค่าเฉลี่ยของ anti-LPC NA titer (log2) ในกลุ่ม 2–5 คือตามลำดับ 3.7 ± 2.2, 3.7 ± 2.3, 4.3 ± 2.2 และ 4.3 ± 1.3 log2 เท่าและไม่แตกต่างกันอย่างมีนัยสำคัญที่ 0 วันหลังการทดลอง (DPE) ลูกสุกร SPF (กลุ่มที่ 1) ได้รับการฉีดวัคซีนอย่างแดกดันโดยใช้สายพันธุ์ 5 × 105 TCID50 TD/96 ที่ 7 DPE และทำหน้าที่เป็นผู้บุกรุกหลักหรือผู้บริจาค CSFV เมื่ออยู่ร่วมกันในห้อง 12 กับกลุ่ม 2 และ 3 (รูปที่ 1) เพื่อทดสอบว่า MDA ลดประสิทธิภาพของ MLV หรือไม่นั้น กลุ่ม 2 (n=6) ได้รับการฉีดวัคซีน LPC โดสเดียว (มากกว่า 1 × 104 TCID50/โดส) ที่ 0 DPE เพื่อทดสอบความสามารถในการป้องกัน MDA กลุ่มที่ 3 (กลุ่มควบคุมสำหรับกลุ่ม 2; n=3) ไม่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC และลูกสุกรเหล่านี้จึงแสดงการสลายตัวของ MDA หลังจาก 7 วันหลังจากการสัมผัสครั้งแรกกับผู้รุกรานหลัก กลุ่ม 1 (ผู้รุกรานหลัก) อยู่ร่วมกับกลุ่ม 2 และ 3 เป็นเวลา 10 วัน (ตั้งแต่ 7 ถึง 17 DPE) จากนั้นกลุ่ม 2 ก็ถูกย้ายไปยังห้อง 2 เพื่อทำหน้าที่เป็นผู้บุกรุกรองผ่านการอยู่ร่วมกับกลุ่ม 4 (n=6) จาก 17 ถึง 36 DPE กลุ่ม 3 ถูกย้ายไปยังห้อง 4 เพื่ออยู่ร่วมกับกลุ่ม 5 (n=3) ดังนั้นกลุ่มที่ 4 และ 5 จึงเป็นลูกสุกรโดยมี MDA สลายตัวเป็นเวลา 17 วันหลังจากการสัมผัสครั้งแรกกับผู้บุกรุกรายที่สอง คณะกรรมการการดูแลและใช้สัตว์ประจำสถาบันของสถาบันวิจัยสุขภาพสัตว์อนุมัติการทดลองกับสัตว์นี้ (หมายเลขอนุมัติ A09007)

รูปที่ 1 การออกแบบการทดลอง

สัตว์ได้รับการตรวจติดตามทุกวันเพื่อดูอาการทางคลินิก และแต่ละพารามิเตอร์ได้รับคะแนนจาก 0 ถึง 3 ซึ่งแสดงถึงระดับปกติถึงรุนแรง ตามวิธีของ Mittelholzer [19] วัดอุณหภูมิทางทวารหนัก และเก็บตัวอย่างเลือด น้ำลาย และอุจจาระสัปดาห์ละสองครั้งจนกระทั่ง 35 DPE ตัวอย่างถูกวิเคราะห์สำหรับโหลด CSFV และแอนติบอดีต้าน CSFV ทำการชันสูตรศพที่ 18 DPE สำหรับกลุ่ม 1 ที่ 36 DPE สำหรับกลุ่ม 2 และ 3 และที่ 39 DPE สำหรับกลุ่ม 4 และ 5 ตัวอย่างสิ่งแวดล้อม (เช่น สำลีจากรั้ว อุจจาระบนพื้น รางป้อนอาหาร และน้ำพุดื่ม) ได้รับการวิเคราะห์สำหรับ CSFV ด้วย

2.3. ปฏิกิริยาลูกโซ่โพลีเมอเรสแบบเรียลไทม์การถอดรหัสย้อนกลับเชิงปริมาณ (QRRT-PCR) ของ CSFV

RNA ของไวรัสในกลุ่มตัวอย่างถูกสกัดโดยชุดมินิคิท QIAamp® Viral RNA (QIAGEN, Hilden, Germany) และตรวจพบผ่านปฏิกิริยาลูกโซ่โพลีเมอเรสการถอดรหัสย้อนกลับเชิงปริมาณ (QRRT-PCR) [20] QRRT-PCR ใช้เพื่อตรวจจับจีโนไทป์ต่างๆ และทดสอบปริมาณ CSFV ของตัวอย่างในเชิงปริมาณ

ประโยชน์ของซิสตานช์สำหรับระบบภูมิคุ้มกันของผู้ชาย

คลิกที่นี่เพื่อดูผลิตภัณฑ์ Cistanche Enhance Immunity

【สอบถามเพิ่มเติม】 อีเมล:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

2.4. NA ต่อต้าน CSFV

การให้ความร้อนซีรั่มของลูกสุกรถึง 56 ◦C ส่วนเสริมที่ปิดใช้งานทำให้สามารถตรวจจับ anti-LPC และ TD/96 NA ได้ โดยสรุป 2-ตัวอย่างซีรัมที่เจือจางแบบอนุกรมพับเริ่มต้นที่ 1:4 ถูกผสมกับปริมาตรที่เท่ากันของ 100 TCID50 ของ LPC หรือสายพันธุ์ TD/96 ของผสมถูกบ่มที่ 37 ◦C เป็นเวลา 1 ชั่วโมงและต่อมาถูกย้ายไปยังเซลล์ PK-15 ในเพลตหลุม 96- หลังจากการฟักตัวเป็นเวลา 3 วัน เซลล์ได้รับการแก้ไขและย้อมสีเพื่อตรวจจับการมีอยู่ของแอนติเจน CSFV โดยการทดสอบเรืองแสงทางอ้อม ไตเตอร์ที่ทำให้เป็นกลางของแอนติบอดีคือ log2 ของปัจจัยการเจือจางของแอนติบอดี (ส่วนกลับของการเจือจาง) เมื่อ 50% ของหลุมได้รับการปกป้องจากการติดเชื้อ

2.5. อินเตอร์เฟอรอนเฉพาะของ CSFV (IFN)- -การแยกเซลล์

เพื่อประเมินภูมิคุ้มกันแบบอาศัยเซลล์ต้าน CSFV (CMI) ของลูกสุกร ได้ทำการทดสอบการตอบสนอง IFN ที่จำเพาะต่อ CSFV จาก ex vivo ของเซลล์โมโนนิวเคลียร์ในเลือดส่วนปลาย (PBMC) PBMC จากเลือดที่ต้านการแข็งตัวของเลือด EDTA ได้รับการปั่นเหวี่ยงที่ 400× g โดยใช้ Histopaque-1077 (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) PBMC ถูกแขวนลอยในตัวกลาง RPMI 1640 (เทอร์โม ฟิชเชอร์ ไซแอนติฟิค, คาร์ลสแบด, แคลิฟอร์เนีย, สหรัฐอเมริกา) ที่มี FBS ที่ทำให้ไม่ทำงานด้วยความร้อน 10% (ปริมาตร/ปริมาตร), เพนิซิลิน G 100 ยูนิต/มิลลิลิตร, สเตรปโทมัยซิน 100 ไมโครกรัม/มิลลิลิตร และ 0.25 ไมโครกรัม/ mL amphotericin B. จำนวน IFN - - เฉพาะ IFN ที่สร้าง PBMC ถูกตรวจพบผ่านสุกร IFN- การทดสอบ ELISPOT เอนไซม์สีเดียว (CTL, Shaker Heights, OH, USA) ในเพลตหลุม 96- PBMC ที่ 5 × 106 เซลล์/มิลลิลิตรที่ 100 ไมโครลิตรต่อหลุมที่มีแอนติบอดีที่จับ IFN ของสุกรถูกจัดสรรให้กับกลุ่มจำลอง (เพาะเชื้อด้วยตัวกลาง RPMI 1640) กลุ่ม TD/96 (ติดเชื้อด้วย 0.1 MOI) และกลุ่ม ConA (เสริมด้วย concanavalin A 5 µg/mL; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) ซึ่งทำหน้าที่เป็นกลุ่มควบคุมเชิงบวก ใช้การกระตุ้นแบบดูเพล็กซ์ในแต่ละครั้ง หลังจากกระตุ้นเป็นเวลา 48 ชั่วโมง บ่อน้ำจะถูกล้าง แอนติบอดีที่ตรวจพบ IFN{31}} ถูกจับ และซับสเตรตถูกเพาะ จุดในแต่ละหลุมถูกคัดกรองและวิเคราะห์โดยใช้เครื่องวิเคราะห์ CTL

2.6. อิมมูโนวิทยา

เนื้อเยื่อน้ำเหลืองได้รับการตรวจสอบด้วยวิธีอิมมูโนฮิสโตเคมีโดยใช้ระบบการตรวจจับ Super Sensitive Polymer HRP IHC (BioGenex, The Hague, The Nether lands) และโมโนโคลนอลแอนติบอดี 1C7A1 เทียบกับสายพันธุ์ Genotype 2.1 CSFV [21] การพัฒนาสีน้ำตาลบ่งบอกถึงการมีอยู่ของ CSFV

2.7. สถิติ

การวิเคราะห์ความแปรปรวนและการทดสอบหลายช่วงของ Duncan ถูกนำมาใช้เพื่อหาความแตกต่างที่มีนัยสำคัญทางสถิติระหว่างกลุ่มต่างๆ การวิเคราะห์ข้อมูลดำเนินการโดยใช้ SAS (SAS Institute, Cary, NC, USA) ค่า p น้อยกว่า 0.05 บ่งชี้นัยสำคัญทางสถิติ

3. ผลลัพธ์

3.1. สัญญาณทางคลินิก

ลูกสุกรทุกตัวมีสุขภาพแข็งแรงก่อนการทดลอง (ตารางที่ 1) ลูกสุกรกลุ่ม 1 เป็นผู้บริจาค CSFV (ผู้รุกรานหลัก) และถูกฉีดวัคซีนด้วยสายพันธุ์ TD/96 ตรวจพบไข้และอาการทางคลินิกที่เกี่ยวข้องกับ CSFV ในกลุ่มที่ 1 ที่ 12 DPE และ 13 DPE ตามลำดับ โดยมีคะแนนเพิ่มขึ้นอย่างต่อเนื่องจาก 13–18 DPE ซึ่งถึงจุดสูงสุดด้วยคะแนน 20 ที่ 18 DPE สำหรับลูกสุกรกลุ่มที่ 2 และ 3 ที่อาศัยอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV กลุ่มที่ 2 ซึ่งประกอบด้วยลูกสุกรที่มี MDA ที่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC มีสุขภาพแข็งแรงดีและไม่มีอาการไข้หรืออาการทางคลินิกใดๆ ที่เกี่ยวข้องกับ CSFV ในระหว่างการทดลอง . อย่างไรก็ตาม ลูกสุกรในกลุ่ม 3 ซึ่งประกอบด้วยลูกสุกรที่มี MDA ที่ไม่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC มีไข้ที่ 23 DPE (16 วันหลังการสัมผัสครั้งแรก DP1C) และจำนวนสุกรที่มีไข้เพิ่มขึ้นจาก 23–36 DPE ไข้มีความสัมพันธ์กับอาการทางคลินิกที่เกี่ยวข้องกับ CSFV ซึ่งแสดงที่ 24 DPE (17 DP1C) แม้ว่าลูกสุกรตัวหนึ่ง (8138) จะแสดงอาการทางคลินิกที่ไม่รุนแรง (คะแนนต่ำกว่า 5) แต่ลูกสุกรอีกสองตัวมีอาการแย่ลงทางคลินิกจาก 24–36 DPE โดยมีคะแนนอยู่ระหว่าง 12 ถึง 16 ลูกสุกร 8136 ของกลุ่ม 3 เสียชีวิตที่ 29 DPE ลูกสุกรกลุ่ม 4 ที่สัมผัส (อยู่ร่วมกัน) กับลูกสุกรกลุ่ม 2 ก็มีสุขภาพดีเช่นกัน และไม่มีไข้หรืออาการทางคลินิกที่เกี่ยวข้องกับน้ำไขสันหลังในช่วงระยะเวลาการทดลอง ลูกหมูกลุ่ม 5 ที่สัมผัสกับลูกหมูกลุ่ม 3 มีไข้ที่ 27 DPE (10 วันหลังการสัมผัสครั้งที่สอง DP2C) และอาการทางคลินิกที่เกี่ยวข้องกับ CSFV ที่ 30 DPE (13 DP2C) จำนวนลูกสุกรที่มีไข้และคะแนนทางคลินิกในกลุ่ม 5 เพิ่มขึ้นเมื่อเวลาผ่านไป คะแนนที่ 39 DPE คือ 21 ± 1.4 อยู่ระหว่าง 19 ถึง 22

ตารางที่ 1 ร้อยละของลูกสุกรไข้ในแต่ละกลุ่มในช่วงทดลอง

ตามพารามิเตอร์ทางคลินิก การมีอยู่ของ MDA เท่านั้น (กลุ่มที่ 3) ไม่สามารถป้องกันลูกสุกรจากการแพร่กระจายการสัมผัสที่เกิดจากผู้บุกรุกหลัก (กลุ่มที่ 1) วัคซีน LPC โดสเดียวนอกเหนือจาก MDA (กลุ่มที่ 2 กล่าวคือ แนวทางปฏิบัติที่ใช้กันอย่างแพร่หลาย) ให้ความคุ้มครองจากการแพร่เชื้อที่เกิดจากผู้บุกรุกหลัก (กลุ่มที่ 1; ตารางที่ 1) การฉีดวัคซีนที่ใช้กันอย่างแพร่หลายยังเป็นประโยชน์ต่อลูกสุกรที่ถูกบุกรุกครั้งที่สอง (เช่น กลุ่ม 4 ซึ่งมีเพียง MDA แต่ไม่มีไข้และอาการทางคลินิก) ในทางคลินิก สถานการณ์ในกลุ่มที่ 5 (ลูกสุกรที่มีการแพร่เชื้อโดยการสัมผัสโดยผู้รุกรานลำดับที่สอง) ได้สรุปสถานการณ์ในกลุ่มที่ 3 (การติดต่อโดยการสัมผัสที่เกิดจากผู้รุกรานหลัก)

3.2. ซีเอสเอฟวี วีเรเมีย

ตรวจไม่พบสายพันธุ์ CSFV TD/96 ในเลือดของลูกสุกรใดๆ ก่อนการทดลอง (รูปที่ 2A และ 3A) หลังจากการฉีดวัคซีน TD/96 ไวรัส TD/96 ในลูกสุกรกลุ่ม 1 จะถูกตรวจพบครั้งแรกที่ 10 DPE (3 วันหลังการฉีดวัคซีน, POI) และตรวจพบอย่างต่อเนื่องจนถึง 17 DPE ปริมาณของ CSFV เพิ่มขึ้นจาก 101.2 TCID50/มล. ที่ 10 DPE เป็น 106.4 TCID50/มล. ที่ 17 DPE ในกลุ่มที่ 2 ประกอบด้วยลูกสุกรที่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC ซึ่งอยู่ร่วมกับผู้บุกรุกหลัก ตรวจพบ TD/96 viremia ในลูกหมูเพียงตัวเดียว (8134) จาก 21–35 DPE ปริมาณ CSFV ในเลือดของ Piglet 8134 พุ่งถึงจุดสูงสุด (104.9 TCID50/mL) ที่ 24 DPE และต่อมาลดลงเป็น 101.7 TCID50/mL ที่ 35 DPE ในกลุ่มที่ 3 ประกอบด้วยลูกสุกรที่ไม่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC ซึ่งอยู่ร่วมกับผู้บุกรุกหลัก ตรวจพบ TD/96 viremia ครั้งแรกใน 66.7% (2/3) ของลูกสุกรที่ 21 DPE (14 DP1C) และทั้งหมดมีผลบวก 24 ดีพีอี. อย่างไรก็ตาม Piglet 8138 ให้ผลลบสำหรับ TD/96 viremia จาก 28–35 DPI (รูปที่ 2A) ในกลุ่มที่ 4 ประกอบด้วยลูกสุกรที่อยู่ร่วมกับกลุ่มที่ 2 ในห้องที่ 2 ตรวจไม่พบ TD/96 viremia ในระหว่างช่วงทดลอง ลูกสุกรทั้งหมดของกลุ่ม 5 ซึ่งประกอบด้วยลูกหมูที่เคยสัมผัสกับกลุ่ม 3 มีผลบวกต่อไวรัส TD/96 จาก 31–35 DPE ปริมาณของ CSFV อยู่ระหว่าง 105.1 ถึง 106.7 TCID50/mL ที่ 35 DPE (รูปที่ 3A) ในกลุ่ม 2 และ 3 การมีอยู่ของ MDA ทำให้การตรวจพบ viremia ครั้งแรกล่าช้าไปจนถึง 10 DP1C (กล่าวคือ ลูกสุกรยังคงไม่มีอาการจนถึง 17 DPE; ตารางที่ 1) กับผู้บุกรุกหลัก เมื่อเทียบกับวันที่ 3 POI ในกลุ่ม 1 ในรูปแบบเฉียบพลัน เฟส การฉีดวัคซีน LPC ครั้งเดียวเพิ่มเติม (กลุ่มที่ 2) ช่วยลดเปอร์เซ็นต์ของสุกรที่เป็นไวรัสลงได้ 83% (รูปที่ 2A) ในทำนองเดียวกัน การฉีดวัคซีน LPC เพิ่มเติมเพียงครั้งเดียวจะช่วยลดปริมาณไวรัสในเลือดจาก 28–35 DPE (รูปที่ 3A) การฉีดวัคซีน LPC ของกลุ่ม 2 ยังเป็นประโยชน์ต่อลูกสุกรกลุ่ม 4 ที่พวกเขาอาศัยอยู่ร่วมกันในเวลาต่อมา (ถูกรุกรานครั้งที่สอง) แม้ว่าลูกสุกรกลุ่ม 2 ตัวใดตัวหนึ่งจะมีไวรัสในเลือดชั่วคราว (รูปที่ 2A) และน้ำลาย (รูปที่ 2B) และอุจจาระไหล (รูปที่ 2C) ของ TD /96. การเปลี่ยนแปลงสถานะของไวรัสนี้มีความสัมพันธ์กับการเปลี่ยนแปลงที่กำหนดบนพื้นฐานของพารามิเตอร์ทางคลินิก (ส่วนที่ 3.2) แม้ว่าการตรวจจับในห้องปฏิบัติการจะมีความไวมากกว่าก็ตาม

รูปที่ 2 จำนวน (ร้อยละ) ของลูกสุกรที่เป็นบวกสำหรับ TD/96 ที่ตรวจพบผ่าน QRRT-PCR [20] ของ (A) เลือด (B) น้ำลาย และ (C) อุจจาระของลูกสุกรในแต่ละ กลุ่มในช่วงทดลองงาน ลูกสุกรกลุ่ม 1 ได้รับการฉีดวัคซีนแดกดันด้วย TD/96 ที่ 7 DPE และทำหน้าที่เป็นผู้บริจาค CSFV (เช่น ผู้บุกรุกหลัก) สำหรับกลุ่ม 2 และ 3 ลูกสุกรในกลุ่ม 2 ที่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC ที่ 0 DPE และลูกสุกรในกลุ่ม 3 ที่ ไม่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC ร่วมกับลูกสุกรกลุ่ม 1 ตั้งแต่ 7–17 DPE ลูกหมูในกลุ่ม 4 และ 5 อยู่ร่วมกับลูกหมูในกลุ่ม 2 และ 3 (เช่น ผู้บุกรุกรอง) ตามลำดับ ตั้งแต่ 17–36 DPE

รูปที่ 3 ปริมาณน้ำไขสันหลังมีอยู่ใน (A) เลือด (B) น้ำลาย และ (C) อุจจาระของลูกสุกรในแต่ละกลุ่ม

3.3. CSFV ไหลในน้ำลาย

ตรวจไม่พบสายพันธุ์ CSFV TD/96 ในน้ำลายของลูกสุกรใดๆ ก่อนการทดลอง (รูปที่ 2B และ 3B) น้ำลายของลูกสุกรกลุ่ม 1 ให้ผลบวกครั้งแรกสำหรับ TD/96 ที่ 14 DPE (7 DP1C) ซึ่งต่อเนื่องไปจนถึง 17 DPE ปริมาณของ CSFV เพิ่มขึ้นจาก 105.8 TCID50/มล. ที่ 14 DPE เป็น 107.6 TCID50/มล. ที่ 17 DPE โดยเฉพาะอย่างยิ่งในลูกหมูกลุ่ม 2 ที่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC และอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV นั้น ตรวจพบ TD/96 ครั้งแรกในตัวอย่างน้ำลาย 66.7% (4/6) ที่ 14 DPE (7 DP1C) ซึ่งกลายเป็นลบ หลังจากนั้น ต่อมา ลูกสุกรอีกตัวหนึ่ง (1/6, ลูกหมู 8134 ที่มี TD/96 viremia; รูปที่ 2A) หลั่ง TD/96 ในน้ำลายจาก 21–24 DPE ที่ 101.2 และ 102.7 TCID50/มล. ซึ่งเป็นระดับที่ต่ำกว่าลูกหมูที่กล่าวมาข้างต้น . ในกลุ่มที่ 3 ที่มีลูกสุกรที่มี MDA เท่านั้นและไม่มีการฉีดวัคซีน LPC ที่เคยอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV ในตอนแรกตรวจพบ TD/96 ในตัวอย่างน้ำลาย 66.7% (2/3) ที่ 21 DPE และตัวอย่างน้ำลายทั้งหมดให้ผลบวกโดย 24 ดีพีอี ในกลุ่มที่ 4 ประกอบด้วยลูกสุกรที่อยู่ร่วมกับกลุ่มที่ 2 ตรวจไม่พบ TD/96 ในตัวอย่างน้ำลายระหว่างการทดลอง ในขณะที่กลุ่มที่ 5 ประกอบด้วยลูกสุกรที่อยู่ร่วมกับกลุ่มที่ 3 ตัวอย่างน้ำลายทั้งหมดมีผลบวกต่อ TD/96 จาก 24–35 DPE ปริมาณของ CSFV เพิ่มขึ้นเมื่อเวลาผ่านไปและอยู่ในช่วงตั้งแต่ 105.9 ถึง 107.3 TCID50/mL x 35 DPE ลูกสุกรสี่ในหกทั้งหมดในกลุ่ม 2 (ด้วยการฉีดวัคซีน LPC โดสเดียว) มีน้ำลายเป็นบวกของ TD/96- ที่ 14 DPE ก่อนเกิดไวรัส viremia CSFV ถูกตรวจพบก่อนหน้านี้ในลูกสุกรกลุ่ม 2 ที่เคยสัมผัสกับลูกสุกรกลุ่ม 1 ระหว่างการหลั่ง TD/96 ลูกสุกรตัวหนึ่ง (Piglet 8134) ในกลุ่ม 2 ต่อมาแสดงการหลั่งชั่วคราวจาก 21–24 DPE ซึ่งมีแนวโน้มมากกว่าที่จะเป็นตัวแทนของการจำลองแบบของ CSFV ในต่อมน้ำลายหลังจากภาวะ viremia จากการเปรียบเทียบระหว่างกลุ่มที่ 2 และ 3 การฉีดวัคซีน LPC ลดการหลั่งของ CSFV

3.4. CSFV หลั่งในอุจจาระ

ตรวจไม่พบสายพันธุ์ CSFV TD/96 ในอุจจาระของลูกสุกรใดๆ ก่อนการทดลอง (รูปที่ 2C และ 3C) อุจจาระของลูกสุกรกลุ่ม 1 เป็นบวก TD/96 ในตอนแรกที่ 14 DPE (7 DPIC) ซึ่งดำเนินต่อไปจนถึง 17 DPE ปริมาณของ CSFV เพิ่มขึ้นจาก 105.1 TCID50/g ที่ 14 DPE เป็น 108.8 TCID50/mL ที่ 17 DPE ในกลุ่มที่ 2 ประกอบด้วยลูกหมูที่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC ซึ่งอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 มีเพียงลูกสุกร 8134 เท่านั้นที่ถูกกำจัดชั่วคราวที่ 24 DPE (17 DPIC) ในขณะที่ลูกหมูตัวอื่นๆ ทั้งหมดในกลุ่ม 2 เป็นลบ ในกลุ่มที่ 3 ประกอบด้วยลูกสุกรที่ไม่ได้รับวัคซีน LPC ซึ่งอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV สองในสามของลูกสุกร (ทั้งหมดยกเว้นลูกหมู 8138) มีผลบวกระหว่าง 21 (14 DP1C) และ 35 DPE ในระหว่างนั้นปริมาณ CSFV เพิ่มขึ้นจาก 105.1 TCID50/g ที่ 21 DPE ถึง 107.5 TCID50/g ที่ 31 DPE อย่างไรก็ตาม ตัวอย่างอุจจาระของลูกสุกร 8138 ที่มีไวรัส TD/96 ชั่วคราวนั้นไม่เป็นผลบวกต่อ TD/96 ในกลุ่มที่ 4 ประกอบด้วยลูกสุกรที่อยู่ร่วมกับกลุ่มที่ 2 ตัวอย่างอุจจาระทั้งหมดมีค่าลบสำหรับ TD/96 ในระหว่างช่วงทดลอง ในกลุ่ม 5 ซึ่งประกอบด้วยลูกสุกรที่อยู่ร่วมกับกลุ่ม 3 จำนวนตัวอย่างอุจจาระที่เป็นบวกของ TD/96- เพิ่มขึ้นเมื่อเวลาผ่านไปจาก 24–35 DPE และปริมาณโหลดอยู่ในช่วงตั้งแต่ 105.7 ถึง 107.2 TCID50/g ที่ 35 DPE . ในกลุ่ม 5 การตรวจจับครั้งแรกเกิดขึ้นที่ 24 DPE (7 DP2C) ซึ่งคล้ายกับในกลุ่ม 1 (14 DPE) และโปรไฟล์โดยรวมขนานไปกับของ viremia (รูปที่ 2A) แนะนำว่า CSFV จำลองแบบเฉพาะที่ตาม viremia . ตามรายละเอียดในส่วน 3.3 และ 3.4 อุจจาระและน้ำลายเป็นสื่อหลักในการแพร่เชื้อจากการสัมผัสของ CSFV

cistanche tubulosa-ปรับปรุงระบบภูมิคุ้มกัน

3.5. โหลด CSFV ในเนื้อเยื่อที่ได้รับจากการชันสูตรศพ

เนื้อเยื่อของลูกสุกรผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 และลูกสุกรในกลุ่ม 3 และ 5 ที่มันอยู่ร่วมกันมีผลบวก TD/96 (ตารางที่ 2) ปริมาณ TD/96 ในเนื้อเยื่อของลูกสุกรกลุ่ม 1 อยู่ระหว่าง 103.76 ถึง 109.37 TCID50/g ในกลุ่มที่ 5 ประกอบด้วยลูกสุกรที่สัมผัสกับกลุ่ม 3 ตรวจพบ TD/96 ในลูกสุกรทุกตัวและกระจายไปทั่วเนื้อเยื่อ โดยมีปริมาณมากขึ้นในอวัยวะเม็ดเลือดแดง (ต่อมทอนซิล ต่อมน้ำเหลือง และม้าม) และอวัยวะเหล่านั้น โดยมีปริมาณเลือดที่เพียงพอมากขึ้น (ตับ ปอด หัวใจ และไต) ดังที่แสดงในรูปที่ 2A, C ปริมาณ TD/96 สูงสุดอยู่ในเนื้อเยื่อน้ำเหลือง (มากกว่า 109.0 TCID50/g) ในทางตรงกันข้าม เนื้อเยื่อที่ไม่ใช่เม็ดเลือดจากลูกสุกรที่อยู่ร่วมกันของกลุ่ม 2 และ 4 ยกเว้นลูกสุกร 8134 ของกลุ่ม 2 ซึ่งมีไวรัส TD/96 ชั่วคราว มีผลบวกของ TD/96 ระดับต่ำเฉพาะในเลือด ต่อมทอนซิล ต่อมน้ำเหลืองที่ขาหนีบ และต่อมน้ำเหลืองใต้ขากรรไกร โดยมีระดับเหล่านี้อยู่ระหว่าง 101.65 ถึง 103.78 TCID50/g ในกลุ่มที่ 3 ประกอบด้วยลูกสุกรที่ไม่ได้รับวัคซีน LPC ซึ่งเคยสัมผัสกับผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 ตรวจพบ TD/96 ในเนื้อเยื่อทั้งหมดของลูกสุกรสองในสามตัว (ยกเว้นลูกสุกร 8138) ลูกสุกร 8138 ของกลุ่ม 3 ซึ่งมีไวรัสไวรัส TD/96 ชั่วคราว มี TD/96 ในต่อมทอนซิล ต่อมน้ำเหลืองใต้ขากรรไกร และต่อมน้ำเหลืองในหลอดลม แม้ว่าปริมาณไวรัสจะต่ำกว่าค่าเฉลี่ย โดยอยู่ระหว่าง 103.08 ถึง 104.69 TCID50/มล.

ตารางที่ 2 ปริมาณน้ำไขสันหลังที่ตรวจพบในเนื้อเยื่อต่างๆ ของลูกสุกรผ่านทาง CSFV QRRT-PCR

3.6. CSFV ในสภาพแวดล้อมการทดลอง

รั้ว อุจจาระบนพื้น รางป้อนอาหารและน้ำพุสำหรับห้องทดลองแต่ละห้องได้รับการทดสอบ TD/96 ผ่าน QRRT-PCR (ตารางที่ 3) ตรวจพบ TD/96 ที่ 14 และ 17 DPE ในอุจจาระบนพื้นห้อง 12 โดยที่ผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 อยู่ร่วมกับลูกสุกรในกลุ่ม 2 และ 3 รั้ว รางป้อนอาหาร และน้ำพุดื่ม ทั้งหมดมีผลการทดสอบเป็นลบ ตัวอย่างจากห้อง 2 ซึ่งกลุ่ม 2 และ 4 อยู่ร่วมกันทั้งหมดมีค่าลบตั้งแต่ 21–35 DPE TD/96 ถูกตรวจพบครั้งแรกในอุจจาระบนพื้นห้อง 4 (กลุ่ม 3 และ 5) ที่ระดับ 24 DPE ต่อมาตรวจพบ TD/96 บนรั้ว รางป้อน และน้ำพุดื่มของห้อง 4 ตั้งแต่ 28–35 DPE ผลลัพธ์เหล่านี้บ่งชี้ว่าอุจจาระ (ซึ่งอาจพบได้ในตัวอย่างสิ่งแวดล้อมทุกประเภท) และน้ำลาย (ซึ่งส่วนใหญ่น่าจะอยู่ในรางป้อนอาหารและตัวอย่างน้ำพุ) เป็นตัวพาหลักในการแพร่เชื้อแบบสัมผัส การแพร่กระจายของไวรัสชั่วคราวของลูกสุกรกลุ่ม 2 (ภาพที่ 2 และ 3) ไม่ได้ถูกนำเสนอในห้องที่ 2 ซึ่งพวกมันอาศัยอยู่ร่วมกับลูกสุกรในกลุ่ม 4

ตารางที่ 3 โหลดตัวอย่างสิ่งแวดล้อม CSFV จากห้องทดลอง

3.7. IFN เฉพาะของ CSFV- -การรักษาความลับ PBMC

ตรวจสอบเซลล์คัดแยก IFN{1}} เฉพาะของ CSFV ใน PBMC ของลูกสุกรในกลุ่ม 2 ถึง 5 ระหว่าง 7 ถึง 35 DPE (รูปที่ 4) ในลูกสุกรกลุ่ม 2 จำนวนเซลล์ที่หลั่ง IFN- - แม้ว่าจะมีความถี่น้อยกว่า 0.1% ของ PBMC แต่ก็สูงกว่ากลุ่ม 3, 4 และ 5 อย่างมีนัยสำคัญ ระหว่าง 7 ถึง 35 DPE จำนวนเซลล์ที่แยกตัว IFN- - ในลูกสุกร 8134 ของกลุ่ม 2 ซึ่งมีไวรัส TD/96 ชั่วคราวภายในกรอบเวลาใกล้เคียงกัน (รูปที่ 2A) มีความสัมพันธ์กับจำนวนที่ต่ำกว่าอย่างมีนัยสำคัญคือ 56 (21 DPE) และ 62 (28 DPE; ค่าเฉลี่ยกลุ่มมากกว่าหรือเท่ากับ 116); อย่างไรก็ตาม ตัวเลขเหล่านี้ถึงค่าเฉลี่ยของกลุ่ม 35 DPE จำนวนเซลล์ที่แยก IFN- - เฉพาะของ CSFV ในกลุ่ม 3, 4 และ 5 ไม่แตกต่างกันอย่างมีนัยสำคัญ

รูปที่ 4 เซลล์คัดแยก IFN- - เฉพาะของ CSFV ได้รับการตรวจสอบใน PBMC ของลูกสุกรในกลุ่ม 2 ถึง 5 ระหว่าง 7 ถึง 35 DPE ลูกหมูในกลุ่ม 2 ที่ได้รับวัคซีน LPC ที่ 0 DPE และลูกหมูในกลุ่ม 3 ที่ไม่มีการฉีดวัคซีน LPC อยู่ร่วมกับลูกหมูผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 ตั้งแต่ 7 ถึง 17 DPE ลูกสุกรในกลุ่ม 4 และ 5 อยู่ร่วมกับลูกสุกรในกลุ่ม 2 และ 3 ตามลำดับ ตั้งแต่ 17 ถึง 35 DPE ค่าที่มีตัวอักษรยกต่างกัน a และ b บ่งบอกถึงความแตกต่างที่มีนัยสำคัญทางสถิติ (p < 0.05) จากกัน ไม่มีความแตกต่างที่มีนัยสำคัญระหว่างค่าที่มีตัวอักษรเดียวกัน

3.8. NA ต่อต้าน CSFV

NA ต้าน CSFV ในซีรั่มลูกสุกรถูกสร้างขึ้นเพื่อตอบสนองต่อสายพันธุ์ LPC (รูปที่ 5A) หรือสายพันธุ์ TD/96 (รูปที่ 5B) ตรวจไม่พบ Anti-CSFV NAs ในผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 ระหว่าง 7 ถึง 17 DPE ซีรั่มของลูกสุกรในกลุ่ม 2 ถึง 5 ที่ {{10}} DPE มีไทเทอร์อยู่ระหว่าง 5 ถึง 7 log2 (ระหว่าง 32- ถึง 128- เท่า) หลังจากที่ลูกสุกรกลุ่ม 2 ได้รับการฉีดวัคซีน LPC และอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV แล้ว ค่าไทเทอร์เฉลี่ยไม่ลดลงระหว่าง 0 ถึง 28 DPE เนื่องจากการเพิ่มขึ้นของ anti-LPC NAs ใน Piglet 8134 จาก 31–35 DPE ทำให้ titer เฉลี่ยของกลุ่ม 2 เพิ่มขึ้นอย่างมีนัยสำคัญ ในลูกสุกรกลุ่ม 3 ที่ไม่ได้รับวัคซีน LPC ซึ่งอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV ค่าไตเตอร์เฉลี่ยจะค่อยๆ ลดลงระหว่าง 0 ถึง 28 DPE เมื่อ titer ของ Piglet 8138 ค่อยๆ เพิ่มขึ้นระหว่าง 21 ถึง 35 DPE ค่า titer เฉลี่ยของกลุ่ม 3 ก็เพิ่มขึ้นในทางกลับกันระหว่าง 31 ถึง 35 DPE ระดับเฉลี่ยของกลุ่ม 4 และ 5 ลดลงเมื่อเวลาผ่านไป โดยทั่วไป โปรไฟล์ anti-TD/96 NA ของแต่ละกลุ่มขนานกับโปรไฟล์ anti-LPC NA แม้ว่าค่าเฉลี่ย anti-TD/96 NA จะอยู่ระหว่าง 1.3 ถึง 3.7 log2 (ประมาณ 2–12- เท่า; รูปที่ 5B) ซึ่งต่ำกว่าค่าเฉลี่ยของ Anti-LPC NA

รูปที่ 5 ค่า NAs ของ anti-LPC (A) หรือ TD/96 (B) ในกลุ่มลูกสุกรในแต่ละกลุ่มในช่วงทดลอง ลูกสุกรกลุ่ม 1 ได้รับการฉีดวัคซีนอย่างน่าขันด้วย TD/96 ที่ 7 DPE และทำหน้าที่เป็นผู้บริจาค CSFV (กล่าวคือ ผู้บุกรุกหลัก) ต่อมาได้อยู่ร่วมกับลูกสุกรของกลุ่ม 2 และ 3 จาก 7 ถึง 17 DPE ลูกสุกรกลุ่ม 2 ได้รับการฉีดวัคซีน LPC ที่ 0 DPE และลูกสุกรกลุ่ม 3 ไม่ได้รับการฉีดวัคซีน LPC ลูกสุกรในกลุ่ม 4 และ 5 อยู่ร่วมกับลูกสุกรในกลุ่ม 2 และ 3 ตามลำดับ ตั้งแต่ 17 ถึง 35 DPE

ครึ่งชีวิตโดยประมาณของ MDA ที่ได้มาจากแอนติบอดีไทเทอร์ของลูกสุกรกลุ่ม 4 ที่ถ่ายโอนผ่านน้ำนมเหลืองของแม่สุกรที่ได้รับวัคซีน LPC คือ 10.7 วัน (รูปที่ 5A) การประมาณนี้ได้รับการสนับสนุนจากไข้ติดลบและอาการทางคลินิก (ตารางที่ 1) ปริมาณไวรัสในเลือดของไวรัส น้ำลาย และอุจจาระที่เป็นลบ (รูปที่ 2 และ 3) และเนื้อเยื่อ (ตารางที่ 2; ดูส่วนที่ 3.9) และตัวอย่างสิ่งแวดล้อม (ตารางที่ 3) ) ของลูกสุกรกลุ่ม 4 ซึ่งระบุว่าไม่ได้ติดเชื้อไวรัส TD/96 ในช่วงทดลอง

3.9. อิมมูโนฮิสโตเคมีการตรวจจับสัญญาณแอนติเจนของ CSFV ในตัวอย่างเนื้อเยื่อการชันสูตรพลิกศพ

ตรวจพบสัญญาณของ CSFV TD/96 ในเนื้อเยื่อน้ำเหลืองของผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 (รูปที่ 6I) ของลูกสุกร 1 ตัวในกลุ่ม 2 (ลูกสุกร 8134 ซึ่งมีปริมาณ CSFV ในเลือดที่ระดับสูงสุด 104.9 TCID50 /mL ที่ 24 DPE และต่อมาลดลงเป็น 101.7 TCID50/mL ที่ 35 DPE) ของลูกหมูสามตัวในกลุ่ม 3 และลูกสุกรสามตัวในกลุ่ม 5 ลูกสุกรกลุ่ม 4 ไม่ให้ผลบวกต่อ TD/96 (รูปที่ 6J) สัญญาณ CSFV TD/96 ที่รุนแรงมีการกระจายอย่างกว้างขวางในต่อมทอนซิล ม้าม และต่อมน้ำเหลืองของลูกสุกรในกลุ่ม 1, 3 (ยกเว้นลูกสุกร 8138) และ 5 สำหรับลูกสุกร 8134 (กลุ่ม 2) ที่มีไวรัส TD/96 ชั่วคราว , TD/96- สัญญาณเชิงบวกที่กระจัดกระจายส่วนใหญ่อยู่ในบริเวณเนื้อเยื่อของต่อมทอนซิล ไขกระดูกของต่อมน้ำเหลืองที่ขาหนีบ และต่อมน้ำเหลืองใต้ขากรรไกรล่าง (รูปที่ 6A–D) ซึ่งสอดคล้องกับผลลัพธ์ของปริมาณไวรัส ปริมาณของเนื้อเยื่อเหล่านี้ (ตารางที่ 2) สัณฐานวิทยาและการกระจายตัวของเซลล์ที่เป็นบวกของ TD/96- มีลักษณะเป็นมาโครฟาจิกอย่างรุนแรง ในพิกเล็ต 8138 (กลุ่ม 3) ที่มีไวรัส TD/96 ชั่วคราว จำนวนและการกระจายของสัญญาณเชิงบวกของ TD/96- (รูปที่ 6E–H) มีความคล้ายคลึงกับสัญญาณในพิกเล็ต 8134

รูปที่ 6 แอนติเจนของ CSFV ในเนื้อเยื่อน้ำเหลืองถูกทำเครื่องหมายโดยโมโนโคลนอลแอนติบอดี 1C7A1 ต่อมน้ำเหลือง (A, B) และต่อมทอนซิล (C, D) ของลูกสุกร 8134 (กลุ่ม 2) ซึ่งมีไวรัส TD/96 ชั่วคราว แสดงสัญญาณเชิงบวก TD/96- สีน้ำตาล ต่อมน้ำเหลือง (E, F) และต่อมทอนซิล (G, H) ของ Piglet 8138 (กลุ่ม 3) ซึ่งมีไวรัส TD/96 ชั่วคราว แสดงสัญญาณเชิงบวก TD/96- สีน้ำตาล ต่อมน้ำเหลือง (I) ของพิกเล็ต 8150 (กลุ่ม 1) แสดงสัญญาณ TD/96-เชิงบวกสีน้ำตาลแบบกระจายในพาราคอร์เทกซ์ ต่อมน้ำเหลือง (J) ของลูกสุกร 8146 (กลุ่มที่ 4) ให้ผลลบสำหรับ TD/96

ใน Piglet 8134 (กลุ่ม 2) และ Piglet 8138 (กลุ่ม 3) ทั้งคู่มี viremia ระดับต่ำชั่วคราว (รูปที่ 2A และ 3A; ตารางที่ 2) แอนติเจนของ CSFV ยังคงตรวจพบได้ในเนื้อเยื่อมาโครฟาจของต่อมทอนซิล (รูปที่ 6A – H) ซึ่งแสดงให้เห็นอีกครั้งว่าต่อมทอนซิลเป็นเนื้อเยื่อในอุดมคติสำหรับการวินิจฉัยโรคน้ำไขสันหลัง

4. การอภิปราย

การฉีดวัคซีนเป็นสิ่งสำคัญสำหรับการป้องกันและควบคุม CSF ในพื้นที่ที่มีการระบาดของ CSF แนวทางปฏิบัติที่ใช้กันอย่างแพร่หลายคือ การให้ MDA แก่ทารกแรกเกิดผ่านทางน้ำนมเหลืองของแม่สุกรที่ได้รับวัคซีน จากนั้นจึงให้ MLV โดสเดียว (เช่น LPC) เมื่อลูกสุกรมีอายุ 3 ถึง 6 สัปดาห์ ขั้นตอนนี้ใช้สำหรับกลุ่มที่ 2 ในการศึกษาปัจจุบัน (รูปที่ 1) ปัจจัยหลายประการ รวมถึงคุณภาพของวัคซีน ขั้นตอนโปรแกรมการฉีดวัคซีน (เช่น ตารางเวลา ประเภท และเส้นทาง) ระดับ MDA และสถานะสุขภาพของสุกร (รวมถึงการเปลี่ยนแปลงของแต่ละตัว) สามารถมีอิทธิพลต่อประสิทธิภาพของการฉีดวัคซีน CSFV โดยลดการป้องกันการติดเชื้อ [14– 16]. ในการศึกษาปัจจุบัน แม้ว่าลูกสุกรในกลุ่ม 2 และ 3 จะมีระดับ MDA สูงที่ 1:32–128- พับที่ 7 DPE (รูปที่ 5A; เช่น 0 DP1C กับผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1; รูปที่ 1) MDA ชะลอการดำเนินไปของการติดเชื้อ ตามที่ระบุโดยการปรากฏตัวในช่วงปลายของไวรัส viremia ที่ 10 DP1C (กลุ่ม 2 และ 3; รูปที่ 2A) ส่งผลให้ลูกสุกรไม่มีอาการ (ตารางที่ 1) แม้ว่าลูกสุกรบางตัวยังคงปล่อยไวรัสในน้ำลายและอุจจาระ (รูปที่ 2B, C) การแพร่กระจายของไวรัสเป็นครั้งคราวในกลุ่มที่ 2 แสดงถึงความแปรผันของแต่ละบุคคลในสถานะสุขภาพของกลุ่มหรือการตอบสนองของภูมิคุ้มกันที่วิเคราะห์ในการศึกษานี้ MDA เพียงอย่างเดียวสามารถให้การป้องกันได้เพียงบางส่วนก่อนที่ไวรัสจะเกิดขึ้นในเลือดและเนื้อเยื่อ ระดับต่อต้าน CSFV TD/96 NA ไม่ได้ถูกแปลงเชิงบวกหลังจากการฉีดวัคซีน LPC (รูปที่ 5B) แม้ว่าลูกสุกรจะอาศัยอยู่ร่วมกับผู้บุกรุกหลักกลุ่ม 1 ก็ตาม สิ่งนี้น่าจะเกิดขึ้นเนื่องจากระดับ MDA แทรกแซงประสิทธิภาพของ MLV และเนื่องจากลักษณะภูมิคุ้มกันของ CSFV TD/96 ที่บุกรุกเข้ามา

cistanche tubulosa-ปรับปรุงระบบภูมิคุ้มกัน

ค่าไตเตอร์ของ anti-CSFV NAs และ CMI ที่แสดงโดยจำนวนเซลล์ที่หลั่ง IFN{2}} เฉพาะ CSFV มีความสัมพันธ์อย่างใกล้ชิดกับการปกป้องสุกรจากการติดเชื้อ CSFV [17,22–24] ลูกสุกร 8134 (กลุ่ม 2) ที่มีระดับ NA ต้าน CSFV ต่ำ และจำนวน IFN เฉพาะ CSFV ที่จำเพาะต่อ CSFV- - เซลล์ที่หลั่งออกมาต่ำหลังการฉีดวัคซีน MLV (รูปที่ 4 และ 5) แสดง viremia ของ CSFV ชั่วคราวและการหลั่งออกหลังจากการสัมผัสกับ CSFV ผู้บริจาค (ภาพที่ 2 และ 3) ในทางตรงกันข้าม ลูกสุกรตัวอื่นๆ ในกลุ่ม 2 ซึ่งมี NA ต้าน CSFV ต่ำ แต่มีเซลล์หลั่ง IFN เฉพาะ CSFV ที่ค่อนข้างสูง- -หลังการฉีดวัคซีน MLV จะไม่ติดเชื้อ CSFV แม้ว่าจะอยู่ร่วมกับผู้บริจาค CSFV เป็นเวลา 10 วันแล้วก็ตาม . นอกจากนี้ แม้ว่า Piglet 8138 (กลุ่ม 3) จะมีไทเทอร์ NA ต้าน LPC สูง (มากกว่า 128- เท่า) โดยไม่ได้รับการฉีดวัคซีน MLV และมี IFN เฉพาะ CSFV ขั้นต่ำ- -ที่หลั่งเซลล์ แต่ก็ยังแสดง CSFV ชั่วคราวด้วย viremia หลังจากอยู่ร่วมกับผู้บริจาค TD/96 แต่ปลอด CSFV เมื่อสิ้นสุดระยะเวลาการทดลอง ลูกสุกรตัวอื่นๆ ในกลุ่ม 3 ที่มีระดับ Anti-LPC NA ต่ำ (ต่ำกว่า 64- เท่า) และไม่ได้รับการฉีดวัคซีน MLV จะแสดงอาการทางคลินิกที่รุนแรงที่เกี่ยวข้องกับ CSFV รอยโรค และปริมาณเนื้อเยื่อของ CSFV สูง ซึ่งส่งผลให้เสียชีวิต การเปรียบเทียบผลลัพธ์ของกลุ่มที่ 2 และ 3 ซึ่งมีไทเทอร์และโปรไฟล์ต่อต้าน CSFV ที่คล้ายกัน (รูปที่ 5) บ่งชี้ว่า CMI เป็นปัจจัยสำคัญในการกวาดล้างและฟื้นตัวของไวรัส ลูกสุกรกลุ่ม 2 มี CMI มากกว่า (รูปที่ 4) ซึ่งสอดคล้องกับคะแนนทางคลินิกอิสระ (ตารางที่ 1) และพารามิเตอร์ที่ทดสอบทั้งหมด (รูปที่ 2 รูปที่ 3 และรูปที่ 6)

โดยเฉพาะอย่างยิ่งในกลุ่มที่ 2 และกลุ่มอื่นๆ ระดับ CMI ไม่ได้เพิ่มขึ้นอย่างชัดเจน (และที่ความถี่ต่ำกว่า 0.1% ของ PBMC เท่านั้น) ตลอดระยะเวลาการทดลอง (รูปที่ 4) แม้ว่าลูกสุกรจะ การสัมผัสกับการแพร่กระจายของไวรัสอย่างต่อเนื่องของผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 และลูกสุกรกลุ่ม 3 จาก 7–17 DPE (รูปที่ 2 และ 3) ความถี่ต่ำของ IFN- -ในการแยกเซลล์อาจสะท้อนถึงสิ่งต่อไปนี้: (1) ลักษณะการกดภูมิคุ้มกันของ CSFV (2) การรบกวนของ MDA และ (3) ข้อจำกัดทางเทคนิคของการทดสอบที่เราดำเนินการ ดังนั้น การกำหนดกรอบเวลาที่เหมาะสมซึ่งระดับ MDA ต่ำเพียงพอที่จะหลีกเลี่ยงการรบกวน แต่ยังสูงพอที่จะให้การป้องกันเบื้องต้นและเพิ่มประสิทธิภาพการต่อต้าน CSFV CMI จึงเป็นสิ่งจำเป็นสำหรับการปรับปรุงภูมิคุ้มกันของฝูง

สำหรับลูกสุกรกลุ่ม 2 ที่ได้รับการรักษาด้วยขั้นตอนการฉีดวัคซีนที่ใช้กันอย่างแพร่หลายนั้น CSFV ไหลออกมาเป็นครั้งคราวในน้ำลายและอุจจาระเกิดขึ้นในช่วงเวลาสั้น ๆ (รูปที่ 2) ที่ปริมาณ CSFV ต่ำ (รูปที่ 3) ดังนั้นลูกสุกรในกลุ่ม 4 (เฉพาะ MDA) จึงขัดขวางการแพร่เชื้อ CSFV ไปยังกลุ่ม 4 ตามที่ระบุโดยผลลัพธ์เชิงลบของ CSFV ของตัวอย่างสิ่งแวดล้อมที่เก็บจากห้อง 2 (ตารางที่ 3) การขาดไข้และอาการทางคลินิก (ตารางที่ 1 ) และการไม่มีน้ำลาย อุจจาระไหล และภาวะไวรัสในเลือด (รูปที่ 2 และ 3) ในระหว่างการอยู่ร่วมกัน อย่างไรก็ตาม พาหะ CSFV ที่ไม่แสดงอาการในกลุ่ม 2 อาจเป็นความรับผิดชอบที่ตรวจไม่พบในภาคสนาม

การตอบสนองทางภูมิคุ้มกันสามารถเกิดขึ้นได้อย่างรวดเร็วและสม่ำเสมอในลูกสุกร SPF ที่ได้รับการฉีดวัคซีน MLV การตอบสนองทางภูมิคุ้มกันระดับเซลล์และร่างกายของลูกสุกรที่ได้รับวัคซีน MLV จะถูกเปิดเผยที่ 5 และ 12 วันหลังการฉีดวัคซีน ตามลำดับ อย่างเร็วที่สุด [14–16,22] เมื่อใช้ MLV ในฝูงเชิงพาณิชย์ MDA จะลดประสิทธิภาพของ MLV ในการศึกษาปัจจุบัน CMI ของลูกสุกรกลุ่ม 2 ที่มีระดับ MDA อย่างมากเพิ่มขึ้นอย่างรวดเร็วที่ 0 DP1C (7 DPE; รูปที่ 4; กล่าวคือ เร็วกว่าในสุกร SPF ที่ไม่มี MDA มาก) แม้ว่าจะไม่มีแอนติบอดีหรือ CMI ก็ตาม โปรไฟล์เปลี่ยนแปลงไปอย่างมาก (รูปที่ 4 และ 5) การเพิ่มขึ้นอย่างรวดเร็วที่ 7 DPE (รูปที่ 4) หลังการฉีดวัคซีน LPC แสดงให้เห็นว่าน้ำนมเหลืองอาจให้ส่วนประกอบทางภูมิคุ้มกันอื่นๆ นอกเหนือจาก MDA ที่กระตุ้นให้เกิดการตอบสนองที่คล้ายกับการรำลึกถึงความทรงจำ

Anti-CSFV NAs มักใช้เพื่อประเมินประสิทธิภาพของวัคซีนและเพื่อสำรวจการติดเชื้อ CSFV ในฝูง ตามสายพันธุ์ CSFV ค่าไทเทอร์ของ NA ต้าน CSFV ที่ต้านสายพันธุ์ที่คล้ายคลึงกัน (เช่น LPC ของจีโนไทป์ 1.1) สูงกว่าค่าไทเทอร์ที่เทียบกับสายพันธุ์ที่ต่างกัน (เช่น TD/96 ของจีโนไทป์ 2.1) และในการศึกษานี้ มี log2 1.3 ถึง 3.7 (รูปที่ 5A) สูงกว่าค่าที่เทียบกับสายพันธุ์ TD/96 (รูปที่ 5B) [14] นอกจากนี้ ยังพบความแตกต่างของไทเทอร์ NA ที่คล้ายกันในไวรัสกลุ่มอาการระบบสืบพันธุ์และทางเดินหายใจในสุกร (PRRSV) และ SARS-CoV-2 [25,26] สายพันธุ์ต่างๆ เนื่องจาก MDA เป็นปัจจัยรบกวนที่สำคัญสำหรับประสิทธิภาพของ MLV ตารางการฉีดวัคซีนที่เหมาะสมที่สุดสำหรับการฉีดวัคซีน MLV ในลูกสุกรคือเมื่อ MDA ของลูกสุกรต่ำกว่า 1:32- เท่าของไทเทอร์ anti-LPC NA ดังนั้น เวลาการฉีดวัคซีน MLV ที่เหมาะสมที่สุดในการศึกษาปัจจุบันคือที่ 28 DPE ซึ่งสอดคล้องกับการประมาณค่าของเราว่าครึ่งชีวิตของ MDA คือ 10.7 วัน (กลุ่ม 2; รูปที่ 5A) และคล้ายกับผลการวิเคราะห์ของการต่อต้าน LPC NA titer ของกลุ่ม 4 และ 5 ในทางที่ขัดแย้งกัน ระดับ 32- เท่าของ anti-CSFV NA titer (เทียบเท่ากับ 1:128- เท่าของ anti-LPC NA) ถือเป็นดัชนีการป้องกันสำหรับ การติดเชื้อจากน้ำไขสันหลัง [17] ลูกสุกรส่วนใหญ่ในกลุ่ม 4 และ 5 มีไทเทอร์ต้าน TD/96 NA น้อยกว่า 1:{40}} เท่าตั้งแต่ 7 DPE เป็นต้นไป ดังนั้น ช่วงกรอบเวลาเมื่อระดับ MDA อยู่ในระดับต่ำอย่างเหมาะสมที่จะไม่รบกวนการฉีดวัคซีน MLV แต่สูงพอที่จะป้องกันได้จึงแคบลง ในขณะที่ช่วงความเสี่ยงต่อการติดเชื้อ CSFV นั้นกว้าง ระยะเวลาที่เหมาะสมสำหรับการฉีดวัคซีนป้องกันเชื้อ MLV สามารถขยายได้ก็ต่อเมื่อเชื้อ MLV ผลิตจากสายพันธุ์ที่คล้ายคลึงกัน ซึ่งโดยปกติจะไม่มีในพื้นที่ที่มีการระบาดของโรค CSFV ส่วนใหญ่

ภูมิคุ้มกันหมู่มีความสัมพันธ์เชิงลบกับการแพร่กระจายของเชื้อโรคในการป้องกันและควบคุมโรค ภูมิคุ้มกันฝูงที่เพิ่มขึ้นสามารถลดทั้งความไวต่อการติดเชื้อและขนาดของการแพร่กระจายของเชื้อโรคในฝูง [27,28] โดยทั่วไปการฉีดวัคซีนเป็นเครื่องมือโดยตรงและรวดเร็วในการเพิ่มภูมิคุ้มกันฝูง การปรับปรุงความครอบคลุมของภูมิคุ้มกันหมู่ผ่านการฉีดวัคซีนเพื่อลดการแพร่กระจายของเชื้อโรค ได้รับการพิสูจน์แล้วว่ามีประสิทธิผลในการควบคุม PRRSV, ไวรัสโคโรน่าในสุกรชนิด 2, CSFV, ไวรัสหลอก และ SARS-CoV-2 [29–36] ในการศึกษา CSFV การให้วัคซีนหน่วยย่อยทั้ง MLV และ E2 ยังลดการแพร่เชื้อ CSFV ในฝูงด้วย [14–16,22,32] ในการศึกษาปัจจุบัน แม้ว่าลูกสุกรที่ได้รับวัคซีน MLV บางตัวจะแสดงภาวะไวรัสในเลือดและการหลุดร่วงของ CSFV ชั่วคราว (กลุ่ม 2 และ 3; รูปที่ 2 และ 3) การฉีดวัคซีน MLV ไม่เพียงแต่ให้การป้องกันที่สมบูรณ์แก่สุกรที่ได้รับการฉีดวัคซีน แต่ยังทำให้มั่นใจได้ว่าสายพันธุ์ TD/96 ไม่ได้ถูกส่งจากผู้รุกรานหลัก (กลุ่ม 1) ไปยังกลุ่มผู้บุกรุกครั้งที่สอง (กลุ่ม 4) ในทางตรงกันข้าม TD/96 แพร่กระจายจากผู้บริจาค CSFV กลุ่ม 1 ไปยังกลุ่ม 3 (โดยไม่ต้องฉีดวัคซีน MLV) และแพร่กระจายไปยังกลุ่ม 5 ซึ่งแสดงให้เห็นว่าการฉีดวัคซีน MLV ต่อ CSFV สามารถขัดขวางการแพร่เชื้อ CSFV ได้ จึงเพิ่มความน่าจะเป็นของการกำจัด CSFV โดยการลดมูลค่าของ หมายเลขการสืบพันธุ์ขั้นพื้นฐาน (R0) ของเชื้อโรค [28] จำเป็นต้องมีวัคซีนที่ครอบคลุมมากขึ้นเพื่อกำจัดโรคที่มีเชื้อโรคที่มีค่า R สูง0 R0 ของ CSFV สัมพันธ์กับความรุนแรงของสายพันธุ์และปริมาณการฉีดวัคซีน CSFV ระดับเชื้อโรค R0 ของปริมาณการฉีดวัคซีนปานกลางและปริมาณการฉีดวัคซีนสูงของสายพันธุ์ที่มีความรุนแรงปานกลางและปริมาณการฉีดวัคซีนต่ำของสายพันธุ์ที่มีความรุนแรงสูงนั้นสูงกว่าปริมาณการฉีดวัคซีนสูงของสายพันธุ์ที่มีความรุนแรงต่ำอย่างมาก ความเครียด [13]. ผลลัพธ์เหล่านี้บ่งชี้ว่าจำเป็นต้องมีการครอบคลุมภูมิคุ้มกันหมู่มากขึ้นในพื้นที่ที่มีเชื้อ CSF ซึ่งมีสายพันธุ์ CSFV ที่มีความรุนแรงปานกลางหรือรุนแรงสูง

เซลล์เชื้อสาย Monocyte–macrophage เป็นเซลล์ tropism ของ CSFV ที่มีบทบาทในการถ่ายทอด CSFV [37–39] ในการศึกษาครั้งนี้ ลูกสุกรที่หายเป็นปกติมีสุขภาพแข็งแรงและไม่มีอาการ อย่างไรก็ตาม CSFV สามารถติดเชื้อและซ่อนตัวอยู่ในเนื้อเยื่อน้ำเหลืองได้อย่างต่อเนื่อง (รูปที่ 6) ซึ่งจะช่วยหลีกเลี่ยงการกวาดล้างภูมิคุ้มกัน นอกจากนี้ยังสนับสนุนการใช้เนื้อเยื่อน้ำเหลืองเป็นตัวอย่างที่เหมาะสำหรับการวินิจฉัย นอกจากนี้ยังพบการติดเชื้อไวรัสแบบถาวรด้วย CSFV, ไวรัสโรคภูมิคุ้มกันบกพร่องของมนุษย์ประเภท 1 และไวรัส syncytial ระบบทางเดินหายใจ [40–42] CSFV มีความสามารถในการเปลี่ยนแปลงการแสดงออกของไซโตไคน์ ตัวรับไซโตไคน์ เคโมไคน์ อินเตอร์เฟอรอน และตัวรับที่มีลักษณะคล้ายค่าผ่านทางในมาโครฟาจ ซึ่งสะท้อนถึงธรรมชาติของภูมิคุ้มกันและการไม่ทำงานใกล้เคียงของแอนติบอดี (รูปที่ 5) และโปรไฟล์ CMI (รูปที่ 4) ของ สุกรทดลอง แม้ว่าพวกมันจะได้รับเชื้อ CSFV ไหลออกมาอย่างต่อเนื่องในน้ำลายและอุจจาระของผู้บุกรุกหลัก (กลุ่มที่ 1) และสุกรรอง (กลุ่มที่ 3) การควบคุมภูมิคุ้มกันของสุกรหลังการติดเชื้อ CSFV เกี่ยวข้องกับการอักเสบที่เพิ่มขึ้น (IL-1, IL-6, IL-8 และ MCF) และปัจจัยต้านไวรัส (IFN- และ ) [43] อย่างไรก็ตาม กลไกที่พัฒนาขึ้นและการติดเชื้อ CSFV อย่างต่อเนื่องยังไม่ชัดเจน

ประโยชน์ของซิสตานช์สำหรับระบบภูมิคุ้มกันของผู้ชาย

5. สรุปผลการวิจัย

MDA ตามด้วยการฉีดวัคซีน MLV สามารถกระตุ้นให้เกิดภูมิคุ้มกันที่เพียงพอ โดยเฉพาะ CMI ช่วยให้สามารถกำจัดไวรัสและฟื้นตัวได้ แม้ว่าลูกสุกรที่ได้รับวัคซีน MLV บางตัวจะมีภาวะไวรัสในเลือดต่ำชั่วคราวและมีการหลั่งของไวรัสในน้ำลายและอุจจาระ แต่การแพร่เชื้อ CSFV ไปยังบุคคลที่สาม (กลุ่มที่ 4) อาจถูกบล็อกด้วยการฉีดวัคซีน MLV ซึ่งช่วยลด R0 ของ CSFV และเพิ่มความเป็นไปได้ในการกำจัด CSF

อ้างอิง

1. ว้าว บทที่ 15.2: การติดเชื้อไวรัสอหิวาต์สุกรแบบดั้งเดิม ในประมวลกฎหมายสุขภาพสัตว์บก; ว้าว: ปารีส ฝรั่งเศส ปี 2022

2. คงคา, ล.; ครุก ทรัพยากรบุคคล; โบฮอร์เกซ, JA; โพสเทล, อ.; ซาโกดะ ย.; เบเชอร์ ป.; Ruggli, N. ไวรัสไข้สุกรคลาสสิก: อดีต ปัจจุบัน และอนาคต ไวรัส Res 2020, 289, 198151. [CrossRef] [PubMed]

3. WOAH (ระบบข้อมูลสุขภาพสัตว์โลก) โรคอหิวาต์สุกรคลาสสิก: สถานะโรคอย่างเป็นทางการ มีจำหน่ายออนไลน์: www.woah. org/en/disease/classical-swine-fever/#ui-id-2 (เข้าถึงเมื่อ 1 กันยายน 2022)

4. ก.สวาย.; นิชิ ต.; ฟูไค, เค.; คาโต้ ต.; ฮายามะ ย.; Yamamoto, T. การวิเคราะห์สายวิวัฒนาการและสายวิวัฒนาการของการระบาดของไวรัสไข้หวัดหมูแบบคลาสสิกในญี่ปุ่น (2018–2020) ข้ามแดน โผล่ออกมา โรค 2022, 69, 1529–1538. [CrossRef] [PubMed]

5. เด โอลิเวร่า, แอลจี; กัตโต, IRH; เมคเลอร์-ไดรบี, ML; อัลเมดา, HMS; โซนาลิโอ, เค.; Storino, GY ความสำเร็จและความท้าทายในการกำจัดโรคอหิวาต์สุกรในบราซิล ไวรัส 2022, 12, 1327 [CrossRef] [PubMed]

6. จู้ เอ็กซ์.; หลิว ม.; วูเอ็กซ์.; แม่ว.; Zhao, X. การวิเคราะห์สายวิวัฒนาการของไวรัสไข้สุกรคลาสสิกที่แยกได้จากประเทศจีน โค้ง. วิโรล. 2021, 166, 2255–2261. [CrossRef] [PubMed]

7. ลินเดนบาค, BD; ธีล, ฮยอนจุง; ข้าว ซีเอ็ม ฟลาวิวิริดี: ไวรัสและการจำลองแบบ ในสาขาไวรัสวิทยา ฉบับที่ 5; Knipe, DM, Howley, PM, Griffin, DE, Eds.; ลิปปินคอตต์ วิลเลียมส์ & วิลกินส์: ฟิลาเดลเฟีย, เพนซิลเวเนีย, สหรัฐอเมริกา, 2550; หน้า 1101–1152.

8. ปาตัน ดีเจ; แมคโกลดริก, อ.; ไกรเซอร์-วิลค์ ไอ.; ส.ส.ปาจริยานนท์.; ซง เจวาย; หลิว พีพี; สตาเดเจค ต.; โลวิงส์ เจพี; บียอร์คลุนด์, H.; Belak, S. การพิมพ์ทางพันธุกรรมของไวรัสไข้สุกรคลาสสิก สัตวแพทย์ ไมโครไบโอล 2000, 73, 137–157. [CrossRef] [PubMed]

9. เดปเนอร์, KR; ฮินริชส์ ยู.; บิกฮาร์ด เค.; ไกรเซอร์-วิลค์ ไอ.; โปห์เลนซ์ เจ.; โมนนิก, ว.; Lies, B. อิทธิพลของปัจจัยที่เกี่ยวข้องกับสายพันธุ์ต่อการติดเชื้อไวรัสไข้สุกรแบบดั้งเดิม สัตวแพทย์ รับ 1997, 140, 506–507. [ครอสอ้างอิง]

10. โฟเกล-นีสมันน์ จี.; บุนเซนธาล, ค.; ฟิสเชอร์ ส.; Moennig, V. ความรุนแรงของไวรัสไข้สุกรคลาสสิกที่แยกได้ในอดีตและปัจจุบัน ประเมินโดยอาการทางคลินิกและพยาธิวิทยา เจ.สัตวแพทย์. ยา เซอร์ บี 2003, 50, 214–220. [ครอสอ้างอิง]

11. โมนนิก ว.; โฟเกล-นีสมันน์, จี.; Greiser-Wilke, I. อาการทางคลินิกและระบาดวิทยาของอหิวาต์สุกรแบบดั้งเดิม: การทบทวนความรู้ใหม่ สัตวแพทย์ เจ. 2003, 165, 11–20. [ครอสอ้างอิง]

12. ดูแรนด์ บ.; ดาวิลา ส.; คาริโอเล็ต, ร.; เมสเปลด, อ.; Le Potier, MF การเปรียบเทียบการประมาณค่า viremia และทางคลินิกของการแพร่เชื้อไวรัสไข้สุกรคลาสสิกภายในและระหว่างปากกาจากการทดลองแพร่เชื้อสามครั้ง สัตวแพทย์ ไมโครไบโอล 2009, 135, 196–204. [ครอสอ้างอิง]

13. วีเซนดอร์ป อี.; แบ็คเกอร์, เจ.; สเตจแมน, อ.; Loeffen, W. ผลของความเครียดและปริมาณการฉีดวัคซีนของไวรัสไข้หวัดหมูแบบคลาสสิกต่อการแพร่เชื้อภายในปากกา สัตวแพทย์ ความละเอียด 2552, 40, 59. [CrossRef]

14. หวง วายแอล; เติ้ง พิธีกร; วัง FI; หวาง ซีซี; ช้าง CY ความท้าทายของการควบคุมโรคอหิวาต์สุกรแบบดั้งเดิม: วัคซีนชีวิตดัดแปลงและวัคซีนหน่วยย่อย E2 ไวรัส Res 2014, 179, 1–11. [CrossRef] [PubMed]

15. สุรทัต ส.; ส.ส. ดำรงวัฒนโภคิน; ฤทธิ์ ธนวงษ์นุเวช ปัจจัยสำคัญต่อความสำเร็จในการฉีดวัคซีนป้องกันไข้หวัดหมูในพื้นที่ระบาด สัตวแพทย์ ไมโครไบโอล 2550, 119, 1–9. [CrossRef] [PubMed]

16. Van Oirschot, JT วัคซีนโรคอหิวาต์สุกรคลาสสิก: จากห้องปฏิบัติการสู่ภาคสนาม สัตวแพทย์ ไมโครไบโอล 2003, 96, 367–384. [ครอสอ้างอิง]

17. เติร์ปสตรา ช.; Wensvoort, G. ค่าป้องกันของ titers แอนติบอดีที่ทำให้เป็นกลางที่เกิดจากวัคซีนในไข้สุกร สัตวแพทย์ ไมโครไบโอล 1988, 16, 123–128. [ครอสอ้างอิง]

18. แวนเดพัตต์ เจ.; เหมือนกัน HL; อึ้ง เอฟเค; เฉิน ค.; ชัย, เคเค; Liao, GA การดูดซับแอนติบอดีในน้ำนมเหลืองต่อโรคอหิวาต์สุกรแบบดั้งเดิม การคงอยู่ของแอนติบอดีของมารดา และผลต่อการตอบสนองต่อการฉีดวัคซีนในลูกสุกร เช้า. เจ.สัตวแพทย์. ความละเอียด 2544, 62, 1805–1811. [CrossRef] [PubMed]

19. หม่า ดับบลิวเจ; เฉิน คิวแอล; Chang, CC การตรวจสอบประสิทธิภาพของแอนติบอดีและการมีอยู่ของ RNA ของไวรัสก่อนและหลังการฉีดวัคซีนไข้หวัดหมูสายพันธุ์คลาสสิกในฟาร์มสุกรของไต้หวัน สัตวแพทย์ไต้หวัน เจ. 2010, 36, 45–54.

20. มิทเทลโฮลเซอร์1, ค.; โมเซอร์, ซี.; ทรัทชิน, JD; ฮอฟมานน์ รัฐแมสซาชูเซตส์ การวิเคราะห์จลนพลศาสตร์การจำลองแบบของไวรัสไข้สุกรแบบดั้งเดิมช่วยให้สามารถแยกแยะเชื้อไวรัสที่มีความรุนแรงสูงจากสายพันธุ์ที่มีเชื้อไวรัสได้ สัตวแพทย์ ไมโครไบโอล 2000, 74, 293–308. [ครอสอ้างอิง]

21. หวง วายแอล; แป้ง, VF; แพน, CH; เฉิน TH; จง, MH; หวง TS; Jeng, CR การพัฒนา PCR แบบเรียลไทม์มัลติเพล็กซ์สำหรับการถอดรหัสแบบย้อนกลับสำหรับการตรวจหาและจีโนไทป์ของไวรัสไข้หวัดหมูแบบดั้งเดิม เจ. วิโรล. วิธีการ 2009, 160, 111–118 [ครอสอ้างอิง]

22. หวง วายแอล; เมเยอร์ ดี.; โพสเทล, อ.; ไจ่เคเจ; หลิว HM; หยาง CH; หวง วายซี; เบิร์กลีย์ น.; เติ้ง พิธีกร; วัง FI; และคณะ การจำแนกอีพิโทปที่มีโครงสร้างร่วมกันบนไกลโคโปรตีน E2 ของไวรัสไข้สุกรคลาสสิกและไวรัสโรคชายแดน ไวรัส 2021, 13, 1655 [CrossRef]

23. เกรแฮม SP; เอเวอเรตต์ ฯพณฯ; เฮนส์ เอฟเจ; จอห์นส์ เอชแอล; โซซาน โอเอ; ซัลเกโร เอฟเจ; คลิฟฟอร์ด ดีเจ; สไตน์บาค เอฟ.; ดรูว์ ดับบลิว; Crooke, H. ความท้าทายของสุกรที่มีไวรัสไข้หวัดหมูแบบคลาสสิกหลังการฉีดวัคซีนสายพันธุ์ C เผยการป้องกันที่รวดเร็วอย่างน่าทึ่งและข้อมูลเชิงลึกเกี่ยวกับภูมิคุ้มกันในระยะเริ่มแรก โปรดหนึ่ง 2012, 7, e29310 [ครอสอ้างอิง]

24. เกรแฮม SP; เฮนส์ เอฟเจ; จอห์นส์ เอชแอล; โซซัน โอ.; ร็อกกา, SAL; แลมป์, บ.; รูมีนาพฟ์ ต.; เอเวอเรตต์, เอช.; Crooke, H. การศึกษาลักษณะของการตอบสนองของ T เซลล์ที่หลั่ง IFN- ที่ทำปฏิกิริยาข้ามปฏิกิริยาในวงกว้างซึ่งสัมพันธ์กับการป้องกันไวรัสไข้สุกรแบบดั้งเดิมอย่างรวดเร็ว วัคซีน 2012, 30, 2742–2748 [CrossRef] [PubMed]

25. สุรทัต ส.; ม.อินทรคำแหง.; ดำรงค์วัฒนโภคิน, ส. ความสัมพันธ์ระหว่างการผลิตอินเตอร์เฟอรอน-แกมมาจำเพาะของไวรัสและการป้องกันไวรัสไข้สุกรแบบดั้งเดิม. สัตวแพทย์ อิมมูนอล. อิมมูโนพาทอล. 2001, 83, 177–189. [CrossRef] [PubMed]

26. พลานาส ดี.; เวเยอร์ ดี.; ใบดาลัค, อ.; สตาโรโปลี ไอ.; กีเวล-เบนฮาสซีน เอฟ.; ราชาห์ เอ็มเอ็ม; พลานชัย, ค.; พอร์รอต ฟ.; โรบิลลาร์ด น.; เจ ปือช.; และคณะ ลดความไวของเดลต้าของตัวแปร SARS-CoV-2 ต่อการวางตัวเป็นกลางของแอนติบอดี ธรรมชาติ 2021, 596, 276–280. [ครอสอ้างอิง]

27. จาง ค.; Hu, J. วัคซีนไวรัสกลุ่มอาการระบบสืบพันธุ์และทางเดินหายใจในสุกร: สถานะปัจจุบันและกลยุทธ์ของวัคซีนสากล ข้ามแดน โผล่ออกมา โรค 2014, 61, 109–120.

28. อังเดร เอฟอี; บูย ร.; บ็อค, เอชแอล; คลีเมนเจ.; ดาต้า, SK; จอห์น ทีเจ; ลี BW; โลเลคา ส.; เปลโทลา, เอช.; รัฟฟ์, TA; และคณะ การฉีดวัคซีนช่วยลดโรค ความพิการ การเสียชีวิต และความไม่เท่าเทียมทั่วโลกได้อย่างมาก วัว. องค์การอนามัยโลก. 2008, 86, 140–146. [CrossRef] [PubMed]

29. โรส น.; Andraud, M. การใช้วัคซีนเพื่อควบคุมการแพร่กระจายของเชื้อโรคในประชากรสุกร ผู้จัดการสุขภาพสุกร 2017, 3, 8. [CrossRef] [PubMed]

30. แอนดราอูด ม.; กราสแลนด์ บ.; ดูแรนด์ บ.; คาริโอเล็ต, ร.; เจสติน อ.; มาเดค เอฟ.; Rose, N. ปริมาณของ porcine circovirus type 2 (PCV-2) การส่งผ่านภายในและระหว่างคอกในสุกร สัตวแพทย์ ความละเอียด 2551, 39, 43. [CrossRef]

31. โรส น.; แอนดราอูด ม.; บิโกลท์, ล.; เจสติน อ.; Grasland, B. วัคซีนที่ใช้ PCV2a เชิงพาณิชย์ช่วยลดการแพร่กระจายของ PCV2b ในสภาวะการทดลองได้อย่างมาก วัคซีน 2016, 34, 3738–3745 [ครอสอ้างอิง]

32. โรส น.; เรนสัน, พี.; แอนดราอูด ม.; ปาเบิฟ ฟ.; เลอโปติเยร์ MF; วัคซีนดัดแปลงที่มีชีวิตด้วยไวรัส Bourry, O. Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome (PRRSv) ช่วยลดการแพร่กระจายของไวรัสในสภาวะการทดลอง วัคซีน 2015, 33, 2493–2499. [ครอสอ้างอิง]

33. บูมา อ.; เดอ สมิท, เอเจ; เดอจอง MCM; เดอ ไคลเวอร์ อีพี; Moormann, RJM การกำหนดการโจมตีของภูมิคุ้มกันฝูงที่เกิดจากวัคซีนหน่วยย่อย E2 ต่อไวรัสไข้หวัดหมูแบบดั้งเดิม วัคซีน 2000, 18, 1374–1381 [ครอสอ้างอิง]

34. เดอ สมิท, เอเจ; บูม่า, อ.; ฟาน เกนนิป, HGP; เดอ ไคลเวอร์ อีพี; Moormann, RJM Chimeric (เครื่องหมาย) ไวรัสสายพันธุ์ C ทำให้เกิดการป้องกันไวรัสสายพันธุ์ CSFV ทางคลินิก และลดการแพร่กระจายของ CSFV ระหว่างสุกรที่ได้รับวัคซีน วัคซีน 2001, 19, 1467–1476 [CrossRef] [PubMed]

35. แวน เนส อ.; สเตจแมน เจเอ; เดอจอง MCM; ลอฟเฟน, WLA; คิมมาน ทีจี; Verheijden, JHM ไม่มีการระบาดที่สำคัญของไวรัสหลอกในฝูงสุกรที่ได้รับภูมิคุ้มกันอย่างดี วัคซีน 1996, 14, 1042–1044 [CrossRef] [PubMed]

36. เชรสธา NK; เบิร์ก, พีซี; โนวัคกี, อส; เทอร์เปลุค ป.; Gordon, SM ความจำเป็นในการฉีดวัคซีนโรคติดเชื้อไวรัสโคโรนา 2019 (โควิด-19) ในบุคคลที่ติดเชื้อโควิดแล้ว-19 คลินิก. ติดเชื้อ โรค 2022, 75, e662–e671 [CrossRef] [PubMed]

37. โกเมซ-วิลลามานดอส เจซี; รุยซ์-วิลลามอร์ อี.; เบาติสต้า, เอ็มเจ; ซานเชซ ซีพี; ซานเชซ-กอร์ดอน, พีเจ; ซัลเกโร เอฟเจ; Jover, A. Morpho การเปลี่ยนแปลงเชิงตรรกะและอิมมูโนฮิสโตเคมีในมาโครฟาจม้ามโตของสุกรที่ติดเชื้อไข้หวัดหมูแบบคลาสสิก เจคอมพ์ ปทุม. 2001, 125, 98–109. [ครอสอ้างอิง]

38. ซานเชซ-กอร์ดอน, พีเจ; โรมานีนี ส.; ซัลเกโร เอฟเจ; รุยซ์-วิลลามอร์ อี.; คาร์ราสโก, ล.; Gómez-Villamandos, JC การศึกษาทางจุลพยาธิวิทยา อิมมูโนฮิสโตเคมี และอุลตร้าสตรัคเจอร์ของลำไส้ในสุกรที่ฉีดวัคซีนไข้หวัดหมูแบบคลาสสิก สัตวแพทย์ ปทุม. 2003, 40, 254–262. [ครอสอ้างอิง]

39. ซาห์ ว.; คูมาร์, อ.; ดาร์ ป.; อัพมันยู วี.; ทิวาริ อลาสก้า; วานี, เซาท์แคโรไลนา; ซาฮู, AR; คูมาร์, อ.; บาดาซารา, SK; ปันดีย์, อ.; และคณะ ลายเซ็นของการแสดงออกของยีนทั่วทั้งจีโนมในมาโครฟาจที่ติดเชื้อไวรัสไข้หวัดหมูแบบคลาสสิกและ PBMC ของสุกรลูกผสมพื้นเมือง ยีน 2020, 731, 144356. [CrossRef]

40. โคโรนาโด ล.; โบฮอร์เกซ, JA; มูโนซ-กอนซาเลซ ส.; เปเรซ, แอลเจ; โรเซลล์ ร.; ฟอนเซกา โอ.; เดลกาโด, ล.; เปเรรา ซีแอล; ฟรีอาส มอนแทนา; Ganges, L. การสืบสวนการติดเชื้อไข้สุกรคลาสสิกแบบเรื้อรังและต่อเนื่องภายใต้สภาพภาคสนามและผลกระทบต่อประสิทธิภาพของวัคซีน บีเอ็มซี สัตวแพทย์ ความละเอียด 2019, 15, 247. [CrossRef]

41. ริเวรา-โทเลโด อี.; Gómez, B. การคงอยู่ของไวรัส syncytial ระบบทางเดินหายใจในแมคโครฟาจจะเปลี่ยนแปลงโปรไฟล์ของการแสดงออกของยีนในเซลล์ ไวรัส 2012, 4, 3270–3280 [ครอสอ้างอิง]

42. ครูซ ซ.; Kootstra, NA บทบาทของมาโครฟาจในการคงอยู่และการเกิดโรคของเอชไอวี-1 ด้านหน้า. ไมโครไบโอล 2019, 10, 2828. [CrossRef]

43. บอร์กา เอ็มวี; กุดมุนด์สดอตตีร์, I.; เฟอร์นันเดซ-ไซนซ์, ไอเจ; โฮลินกา, แอลจี; Risatti, GR รูปแบบของการแสดงออกของยีนในเซลล์ในมาโครฟาจของสุกรที่ติดเชื้อไวรัสไข้หวัดหมูที่มีความรุนแรงสูงเบรสเซีย ไวรัส Res 2008, 138, 89–96. [ครอสอ้างอิง]